哮喘动物模型可应用于探索哮喘发病机制、评估新型治疗方法、研发新药的各个方面。因此，构建稳定可靠的哮喘动物模型显得尤为必要。理想的哮喘动物模型应当与人类哮喘的病理生理学机制以及临床变化过程高度契合。具体而言，哮喘动物模型须具备免疫球蛋白E（immunoglobulin E，IgE）介导的抗原敏感性、嗜酸性粒细胞增多、气道阻力增加、急性支气管收缩、气道慢性炎症；后期进展至气道阻塞、黏液纤毛清除率降低、黏液分泌增强、气道壁结构重塑以及平滑肌增生等病理特征［3］。本文对近五年来国内外常见哮喘动物模型的构建方法与评价体系进行综述，系统总结了不同动物品种及品系的特点、致敏原、造模方法、评价指标的研究进展。在此基础上，对哮喘研究的未来发展方向进行展望，为深入探索哮喘的发病机制、开拓其治疗途径、研发新型治疗药物提供新的理论视角和实践思路。
1 实验动物选择
在选择实验动物时，需要综合考虑多重因素：动物经济成本、饲养条件的难易程度、造模成功率、模型动物哮喘发病过程及特征与人类哮喘的相似度、标本采集的便捷性等。根据实验目的与要求，需选择最适宜的实验动物种类及品种品系。哮喘动物模型的构建历程历史悠久，从起源至今使用过的动物有豚鼠、小鼠、大鼠、家兔、猫、犬、猴、羊、猪和灵长类动物等。而后经过研究者们不断探索，哮喘动物模型的造模方式逐渐成熟，所使用的动物品种品系也逐渐规范化。根据相关文献检索结果显示，近五年来，最常用作哮喘动物模型建立的动物有以下3类：大鼠、小鼠、豚鼠，按动物种类和品种品系的使用频率由高到低排列，依次为BALB/c小鼠、C57BL/6小鼠、SD大鼠、Wistar大鼠、豚鼠。以下将对各类动物的优缺点进行简要阐述，其中建立哮喘动物模型的常用动物及其优缺点见表1。
表1 建立哮喘动物模型的常用动物及其优缺点
Table 1
动物种类 Animal species | 优点 Advantages | 缺点 Disadvantages | 适用范围 Scope of application |
|---|---|---|---|
小鼠 Mouse | 免疫遗传背景清晰、实验成本低、品系多、造模方法成熟、容易产生气道炎症、容易诱发气道高反应性、容易出现黏液增多等哮喘症状 | 和人类的气道和肺部的生理结构差异大、对过敏原易产生耐受性 | 急性期哮喘模型气道高反应及气道炎症等的研究及药物疗效观察 |
大鼠 Rat | 来源广、价格低廉、体型较大、易饲养繁殖、麻醉后稳定性高、取材方便 | 易对过敏原产生耐受性、相关分子生物学试剂不齐全 | 急慢性哮喘模型气道及肺组织生理病理观察及肺功能、气道阻力测定等相关研究 |
豚鼠 Guinea pig | 容易被致敏、肺部解剖结构和生理药理反应与人类相似 | 价格较高、个体反应差距较大、缺乏相关炎症和免疫反应的试剂和特异性分子工具 | 研究化学刺激因子过敏反应、开发皮质类固醇和β受体激动剂等药物 |
1.1 小鼠
有研究表示［10］，在使用卵清蛋白（ovalbumin，OVA）诱导小鼠哮喘模型时，BALB/c小鼠更易出现呼吸频率减慢、点头样呼吸、抓挠行为增多、腹部痉挛等哮喘特异性症状。而C57BL/6小鼠仅表现为活动减少和呼吸深快。此外，BALB/c小鼠肺组织病理学变化、嗜酸粒细胞浸润程度，以及血清白细胞介素-4（interleukin-4，IL-4）水平改变均更显著。因此，在目前的临床研究中，依旧是BALB/c小鼠使用频率更高。然而，使用小鼠建立哮喘模型也存在若干局限性。首先，小鼠和人类在气道和肺部的生理结构上存在诸多差别。如人类的远端气道是呼吸性支气管，而小鼠的则是非肺泡化支气管；人类的气管和支气管内均分布有基底细胞，而小鼠的基底细胞仅存在于气管中；小鼠气道平滑肌少于人类等。以上差异导致小鼠哮喘模型中，肺部炎症的病理特征与人类哮喘存在不同［11］。其次，小鼠对过敏原易产生耐受性［12］，所以在建立慢性哮喘模型时，其成功率相对较低。综上所述，小鼠更适合用作急性期哮喘模型的研究，尤其在气道高反应性、气道炎症等指标的研究及药物疗效观察方面具有优势。
1.2 大鼠
除小鼠外，大鼠也常用于建立哮喘模型，其具有来源广泛、价格低廉、相对小鼠体型较大、饲养和繁殖操作简便、取材方便等特点。大鼠因体型相对较大和麻醉状态下展现出高稳定性的特点，为吸入过敏原后急性哮喘发作期间各项生理指标的准确测量提供了十分有利的条件［13］，并且麻醉后的实验操作和取材难度也相对较低。所以，大鼠模型在研究哮喘以及其他肺部疾病方面都有重要作用。相较于其他物种，大鼠具备独特的支气管循环的解剖学特征，因此在蛋白质学、遗传学等方面也展现出更多优势［14］。在诸多大鼠品种中，SD大鼠和Wistar大鼠为国内外研究常用模型，因二者都是由IgE介导的过敏反应，并且可诱发与人类相似的迟发相变态反应和速发相变态反应。在实践中，两品种大鼠各有其优势：相较于Wistar大鼠，SD大鼠（特别是雄性大鼠）更常被使用，可能与其耐受性强，且能够接受致敏原长期高浓度雾化刺激有关［15］。然而，在相同的实验条件下，Wistar大鼠建造哮喘模型成功率比SD大鼠高［16］。大鼠造模缺点在于其易对过敏原产生耐受性［4］，且相关的分子生物学试剂不够齐全。
1.3 豚鼠
豚鼠作为哮喘研究的动物模型，具有悠久的历史及经典地位，因其肺部解剖结构、生理及药理反应与人类均高度相似［17］。特别是在气道分支、神经生理学、肺循环系统和平滑肌分布以及肥大细胞定位和介质分泌方面［18］。相比其他动物，豚鼠对OVA更敏感，更易产生哮喘相关症状，包括气道高反应性、嗜酸性粒细胞增多、发生Ⅰ型变态反应、产生速发和迟发型哮喘反应等。所以豚鼠哮喘模型常被用于研究化学刺激因子过敏反应。此外，豚鼠也可用于开发皮质类固醇和β受体激动剂等药物［19］。然而，与人类不同的是，豚鼠的变态反应主要由免疫球蛋白G（immunoglobulin G，IgG）介导。造模后的豚鼠不会出现气道重塑现象，且豚鼠个体间对致敏原的反应存在较大差距，部分个体在致敏后易出现急性过敏性休克，而有些则无明显哮喘症状，这极大地影响了实验结果的一致性和可靠性［20］。此外，当前缺乏研究豚鼠炎症和免疫反应的试剂和特异性分子工具，导致对豚鼠标本的检测工作存在一定困难。因此，相对于大鼠和小鼠，豚鼠在当今实验研究中使用频率相对较低。
1.4 其他动物
家兔、猫、犬、羊、猪和灵长类动物等作为哮喘动物模型的频率相对较低。其中，家兔，尤其是新西兰白兔因性格温顺，在家兔中体型相对较小，价格相对低廉，并且可反复使用而不出现脱敏现象，可用于自身对照研究慢性哮喘，但其整体应用频率均较少［21］。相比之下，猫、犬、羊、猪和灵长类动物等动物的肺部构造及药代动力学特性与人类更加相似，且实验检测更便捷，适宜进行长期观察研究。然而，此类动物普遍价格高昂、饲养管理难度较大，且缺乏相关的免疫反应试剂及特异性分子工具，因此在哮喘动物模型研究中应用较少。
2 致敏剂选择
可用作制备哮喘动物模型的致敏剂主要分为以下3类：蛋白质类，如OVA、蟑螂提取物（cockroach extract，CRA）、猪蛔虫蛋白、动物毛发和皮屑蛋白、屋尘螨（house dust mite，HDM）、粉尘螨（dermatophagoides farinae，DF）、昆虫毒液蛋白、花粉蛋白（如豚草花粉、桦树花粉等所含的蛋白质成分）等；化学物质类，如甲苯二异氰酸酯（toluene diisocyanate，TDI）、二氧化硫（SO2）、甲醛等；微生物及其产物类，如脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）、肽聚糖（peptidoglycan，PGN）、真菌孢子和菌丝提取物（如曲霉素、青霉素等）等［22］。其中，使用频率最高的致敏剂为OVA，其次为HDM。以下将对各种常见致敏剂的优缺点进行简要分析，其中哮喘动物模型常用致敏剂的优缺点及适用范围见表2。
表2 哮喘动物模型常用致敏剂的优缺点及适用范围
Table 2
致敏剂 Sensitizers | 优点 Advantages | 缺点 Disadvantages | 适用范围 Scope of application |
|---|---|---|---|
卵清蛋白 Ovalbumin | 价格便宜，致敏效果好，给药途径多样可选 | 致敏浓度存在较大范围的差异 | 建立急慢性过敏哮喘模型 |
屋尘螨 House dust mite | 致敏后肺组织及气道炎症反应明显 | 个体反应差异大 | 建立慢性哮喘模型、嗜酸性粒细胞型哮喘模型 |
脂多糖 Lipopolysaccharide | 可通过激活多条信号通路，高效诱导细胞因子合成与释放，激发炎症反应，加重气道高反应性 | 不稳定性，常作为佐剂与卵清蛋白合用 | 建立急性期及中性粒细胞型哮喘模型 |
甲苯二异氰酸酯 Toluene diisocyanate | 是导致职业性哮喘的最常见的化学物质 | 有毒性、剂量控制要求高，成本高 | 职业性哮喘的发病特征及治疗的研究 |
2.1 卵清蛋白
2.2 屋尘螨
2.3 脂多糖
经LPS致敏后，动物肺组织中内质网应激标志物的表达水平显著增加［23］。LPS为革兰氏阴性菌细胞壁中的成分，它可通过激活多条信号通路，高效诱导细胞因子的合成与释放，从而激发炎症反应，加重气道高反应性。因此，LPS常被用作构建哮喘动物模型。然而，LPS单独诱导的哮喘模型炎症持续时间有限，且不同品种品系、不同个体动物对其反应存在较大差异，因此不常单独使用。当低浓度的LPS与其他过敏原联合使用时，可以增强机体的免疫反应，加重哮喘症状，从而模拟出更复杂的哮喘病理状态。
2.4 甲苯二异氰酸酯
TDI被用于职业性哮喘（occupational asthma，OA）的发病机理及治疗策略的研究中。OA通常由个体暴露于具有高反应性的二异氰酸酯类化学品引起，而TDI是其中最为常见的化学物质。TDI通过与气道上皮细胞相互作用，引发气道炎症反应，并刺激细胞因子和趋化因子的产生与释放，促进气道中炎症细胞的存活和聚集，导致气道重塑、高反应性及炎症的产生［26］。然而，TDI具有毒性，实验过程中对其剂量控制要求严格，且价格昂贵，因此仅适用于OA的相关研究。
3 常见哮喘动物模型的造模方法与评价
3.1 卵清蛋白致敏哮喘模型
3.1.1 卵清蛋白致敏小鼠
每隔7 d对小鼠腹腔注射一定剂量的Al（OH）3及OVA混合液，进行2～3次致敏处理。激发期使用一定浓度OVA溶液对小鼠进行连续雾化吸入，每次持续时间约30 min。急性期造模持续3～7 d，慢性期则持续2～4周。Park等［27］分别于第1天和第14天对5～6周龄的BALB/c小鼠以混合1%Al（OH）3的OVA溶液腹腔注射致敏。随后以1 mg/mL浓度的OVA溶液分别于第21、22、23天滴鼻激发，成功建立了哮喘小鼠模型。此方法建立的哮喘模型动物稳定性强，哮喘症状明显，炎症反应及气道高反应性显著，因此常用于研究哮喘发病机制及药物有效性。
3.1.2 卵清蛋白致敏大鼠
大鼠急性期模型的建立通常采用以下方法：每隔7 d对大鼠进行1～2次多点位皮下注射及腹腔注射一定剂量的OVA、灭活百日咳杆菌疫苗及Al（OH）3混合液，激发期则使用OVA溶液雾化吸入30 min，连续7 d。慢性期模型的建立常采用四肢多点位皮下注射及腹腔注射一定剂量的OVA与Al（OH）3混合液2～3次，激发期连续OVA溶液雾化吸入，每次30 min，持续8周。雷俊等［28］分别于实验第1、8天，对SPF级雄性SD大鼠腹腔注射10%OVA与Al（OH）3混合液0.5 mL，并同时于两侧腹股沟皮下注射上述混合液各0.25 mL，进行3点位注射致敏；从实验第15天起，2%OVA雾化液雾化激发，每次30 min，每天1次，持续14 d，成功建立哮喘大鼠模型。OVA致敏大鼠哮喘模型有速发和迟发双相反应［29］，因此可用于急性和慢性模型的建立，常用于特异性抗原抗体反应的研究。
3.1.3 卵清蛋白致敏豚鼠
豚鼠喘模型的建立可分为以下3种：肌内注射OVA溶液，同时腹腔注射1次Al（OH）3来致敏；每隔7 d腹腔注射较高浓度的OVA及Al（OH）3混合液2次，激发期连续OVA溶液雾化吸入，每次30 min，持续7～10 d；通过OVA溶液滴鼻致敏，激发期再使用OVA溶液雾化吸入。丁云录等［17］选取3周龄Hartley豚鼠（雌雄各半）作为实验对象，于第1天对每只豚鼠腹腔注射1 mL 10%OVA溶液致敏，第15天开始用1%OVA溶液进行雾化吸入激发，每天1次，连续7 d，成功建立哮喘豚鼠模型。OVA激发后，豚鼠会出现气道高反应性，长期激发可出现平滑肌增生、基底膜增厚等气道重塑现象。因此，该豚鼠哮喘模型适用于研究气道高反应及气道重塑的发生机制、影响因素及干预措施。
3.2 屋尘螨致敏哮喘模型
建立HDM致敏小鼠及大鼠哮喘模型可采用每周2～3次HDM溶液滴鼻；或每隔7 d进行1次多点位皮下注射HDM溶液；或每隔7 d进行1次腹腔注射HDM溶液等。体型较大的动物如豚鼠、家兔等，则采用麻醉后气管插管将HDM溶液滴注到气管的方式建立哮喘模型。Ji等［30］采用皮下注射50 µg HDM溶液致敏，腹腔注射100 µg HDM溶液激发，成功建立哮喘小鼠模型。郭妍蓉等［31］于实验第0、14天使用100 µL 混合液［含20 μg HDM，1 mg Al（OH）3，溶于生理盐水］对小鼠腹腔注射致敏，后于实验第21～58天，每周3次HDM溶液滴鼻激发，成功建立慢性过敏性哮喘小鼠。通过文献检索发现，使用HDM联合Al（OH）3腹腔注射致敏，随后HDM滴鼻激发时，动物哮喘症状更为严重，且更容易出现气道重塑现象，因此此方法常用于建立慢性哮喘动物模型。HDM致敏后，动物肺组织及气道炎症反应明显，常用于相关炎症因子作用机理及药物研究。然而，HDM致敏具有不稳定性，因此，在利用HDM建立哮喘模型时，需要根据HDM的性质选择合适的给药方式、给药时间间隔及次数。
3.3 脂多糖致敏哮喘模型
3.3.1 脂多糖致敏小鼠
研究者常将LPS与OVA联合用于哮喘动物实验致敏。首先通过腹腔注射OVA致敏，再利用LPS滴鼻激发，此方案可诱导小鼠出现典型哮喘症状，包括气道炎症反应、黏液分泌增加、气道高反应性等。另外，也可单独使用LPS滴鼻致敏。Jonckheere等［32］采用40 µg/mL LPS溶液对小鼠进行滴鼻致敏，每只小鼠每天给予50 µL，连续4 d，成功建立了急性哮喘小鼠模型。此哮喘模型可用于哮喘发病机制探究以及药物筛选等领域。
3.3.2 脂多糖致敏大鼠
LPS致敏大鼠常采用气管内滴注或雾化吸入的方式。Liu等［33］分别于第0、14天对6～8周龄SPF级SD大鼠腹腔注射LPS、Al（OH）3和OVA的混合溶液，随后于第21～23天雾化吸入OVA激发成功建立哮喘大鼠模型。大鼠的气道结构和生理功能与人类较为相似，对LPS的免疫反应也与人类有一定相似性，此模型常用于研究哮喘病理生理过程以及评估药物对气道炎症和气道重塑的影响。
3.4 甲苯二异氰酸酯致敏哮喘模型
3.5 难治性哮喘造模
难治性哮喘通常指使用推荐的最大剂量吸入治疗后，哮喘症状仍然无法得到有效控制的一类哮喘。这类患者在临床中占哮喘患者总数的5%～10%，其典型发作一般以接触变应原、运动和病毒性上呼吸道感染（如感冒）为诱因。目前，临床尚未完善关于此类哮喘模型建立的方法，但根据其发病特点，有学者提出以下造模思路可供参考，即运用常规造模方法成功建造慢性期哮喘动物模型后，给予反复的外界刺激和不规则的小剂量激素吸入，从而造成哮喘反复，症状不稳定，激素不敏感或部分抵抗的难治性哮喘模型。根据给予的外界刺激的不同，可将造模方法分为变应原反复刺激法、反复呼吸道感染造模法、减毒合孢病毒疫苗造模法、运动刺激法［36］。即变应原（如香烟、花粉、灰尘等）被动吸入；革兰氏阴性菌、衣原体、支原体减毒疫苗等雾化吸入；减毒合孢病毒疫苗雾化吸入；特殊运动装置或悬挂法使其运动、疲劳。
文莎等［37］在气道重塑及激素敏感型哮喘模型基础上，以OVA联合Al（OH）3致敏，将按照2 mg/kg为标准配制的地塞米松治疗液，于雾化前30 min对小鼠行腹腔注射，每周连续2 d，中断5 d，持续9周，成功建立激素抵抗型哮喘模型（steroid-resistant asthma，SRA）小鼠，即SRA组小鼠于雾化第6周开始便表现出激素不能缓解小鼠哮喘症状。
4 哮喘动物模型的评价指标
4.1 行为学评价
哮喘动物模型常在激发后呈现不同程度的咳嗽、呼吸急促、头面部瘙痒、挠首舔足、烦躁不安、毛发竖立、腹部抽搐等哮喘样症状；严重者可出现安静少动、行动迟缓，甚至抽搐跌倒、四肢软瘫、俯伏不动等反应。长期连续激发后可出现体重下降，毛发失去光泽等。实验室常选用激发给药后20～30 s内即出现上述任意2～3个症状的动物作为实验用鼠［38］。
4.2 肺功能评价
造模成功的动物吸气阻力、呼气阻力均明显高于正常对照组，且其肺顺应性数值下降，提示肺组织弹性减弱、扩张和收缩能力变差。另外，哮喘模型动物用力呼气量（forced expiratory volume，FEV）、用力肺活量（forced vital capacity，FVC）等指标降低，第一秒用力呼气容积与用力肺活量比值（forced expiratory volume in 1 second/forced vital capacity，FEV1/FVC）比值减小，反映气道阻塞导致气体呼出受限。
4.3 病理学评价
在造模成功的动物模型中，肺泡灌洗液可见嗜酸性粒细胞数、淋巴细胞数有不同程度的增加；血清学检测中可见IL-4浓度不同程度的增高和IFN-γ浓度不同程度的降低；肺组织病理切片可见支气管及血管周围大量嗜酸性粒细胞、淋巴细胞、肥大细胞等炎症细胞聚集。在重症哮喘模型及气道重塑哮喘模型中，可见气道平滑肌增厚、基底膜增厚、管腔变狭窄，气管痉挛，弹力纤维增生，黏液腺增生肥大、黏液栓形成等气道重塑的病理改变。其中，评价哮喘造模成功的最主要指标是肺组织病理形态学改变［10］。
4.4 免疫学评价
造模成功的动物哮喘模型血清或支气管肺泡灌洗液（bronchoalveolar lavage fluid，BALF）中特异性IgE抗体水平显著升高，该指标是衡量机体对过敏原产生免疫反应的重要标志。Th2细胞功能增强，会导致Th1/Th2细胞因子失衡，具体表现为IL-4、IL-5、IL-13等Th2型细胞因子分泌增加，而IFN-γ等Th1型细胞因子分泌减少。此外，BALF中的炎症因子如组胺、白三烯、前列腺素等含量也会升高，这些炎症介质在哮喘的发病过程中起重要作用。
4.5 药效学评价
除探索哮喘发病机制外，哮喘动物模型还常被用于评测新的治疗方法、研究开发新的治疗药物。研究者常采用的给药途径包括灌胃、腹腔注射、气管内给药、静脉给药、滴鼻等方式。哮喘模型建立成功的动物，在给予哮喘治疗药物后，可观察到动物喘息频繁、呼吸困难、咳嗽等症状明显得到缓解，提示模型动物的症状符合哮喘特征，且对治疗措施有良好的响应性。同时，通过对比模型组和未予药物干预组的肺功能、病理学、免疫学指标，结果显示模型组的各项指标均优于未予药物干预组，说明模型具有药物干预的可逆转性，进一步证明模型的有效性。
5 哮喘动物模型研究展望
哮喘作为全球患病率最高的慢性气道系统疾病之一，但临床有效的相关药物却相对匮乏。因此，建立哮喘动物模型对人类研究哮喘的发病机制和作用靶点、开发哮喘相关药物、检验哮喘相关药物及其他治疗方法具有深远影响。虽然目前可用于哮喘模型研究的动物种类繁多，但经过综合考量，目前最佳选择仍是小鼠、大鼠、豚鼠。哮喘动物模型的建立因实验动物、致敏剂剂量的选择，以及给药频率与周期的不同，使得哮喘建模各有优劣，而哮喘动物模型的优劣程度取决于能否准确且全面地模拟人类哮喘的发病机制及病情发展过程。现有哮喘动物模型的构建方法仍有诸多局限性，仅能表现哮喘某特定阶段的部分病理特征，缺乏能够完全模拟人类哮喘发生、发展的建模方法。根据文献研究进展及未来技术的发展趋势，哮喘动物模型未来有望在以下几个方面取得显著进展。
5.1 模型的临床相关性提升
未来的研究将更侧重于开发能够准确模拟人类哮喘病理生理特征的模型。通过采用多重过敏原的联合诱导，优化致敏和激发方案，结合基因编辑技术，构建更具有临床特点的哮喘模型，如老年哮喘、儿童哮喘、重症哮喘等。对于慢性炎症与气道重塑模型的构建，可通过长期暴露于低剂量过敏原，并借助高分辨率成像技术、生物传感器等先进手段，动态监测并研究慢性气道炎症和气道重塑的变化及其机制。激素抵抗模型通过长期不规则激素刺激模拟临床激素抵抗型哮喘的模型，以研究其发病机制和寻找新的治疗靶点。
5.2 新技术的应用
随着生物技术的发展，新的工具和方法将被引入哮喘动物模型的研究中。基因编辑技术，特别是CRISPR-Cas9等基因编辑工具，可以对动物基因进行精准敲除、嵌入或修饰，从而可开发出具有特定基因背景的哮喘模型，以研究基因与环境因素的交互作用。目前基因编辑动物已被运用于哮喘实验中，Khumalo 等[39]通过杂交转基因技术制备了诱导性白细胞介素4受体α亚基（interleukin-4 receptor α，IL-4Rα）缺失小鼠，用于研究IL-4Rα缺失对哮喘免疫反应进程的影响。单细胞测序技术可通过单细胞测序分析哮喘模型中不同细胞类型的转录组变化，揭示细胞异质性和关键细胞亚群在哮喘发病中的作用。CAR-T细胞疗法在哮喘动物模型中的应用已取得一定成果，未来将进一步研究细胞治疗技术与哮喘模型的结合，为哮喘的根治开辟新的可能。
5.3 模型的多样化与个性化
未来，哮喘动物模型将更加多样化，以满足不同的研究需求。除了常用的小鼠和大鼠等小型啮齿类动物模型外，其他大动物模型（如猪、犬、非人灵长类动物）也可能被更多地开发利用，以促进呼吸介入疗法、药物代谢动力学等领域的研究。此外，未来还将结合小动物和大动物模型的优势，从不同角度深入剖析哮喘的病理机制，并基于患者个体特征（如基因背景、过敏原暴露史）开发个性化动物模型，以期为精准医学领域的研究提供支持。
5.4 伦理与替代方法的探索
随着动物实验伦理标准的不断提升，未来的研究将更加注重开发替代性实验方法。如类器官、芯片器官等体外模型技术将得到进一步发展，用于研究哮喘的细胞和分子层面的机制。同时，借助计算机模拟技术，结合动物模型所提供的实验数据，能更精准地预测哮喘的发病过程和药物疗效。
综上所述，未来哮喘动物模型的研究方向将更加注重临床相关性、技术创新和多学科融合。通过运用不同种属动物模型，进一步优化致敏剂效应及稳定性，丰富致敏剂种类，提高造模效果稳定性。此外，利用基因编辑、单细胞测序、芯片器官等前沿技术，开发出能更全面地模拟人类哮喘复杂性和异质性的多因素复合模型，有望深入揭示哮喘的发病机制，为开发创新性治疗策略提供有力支持。
[引用本文]
罗世雄, 张赛, 陈慧. 常见哮喘动物模型的建立方法与评价研究进展[J]. 实 验 动 物 与 比 较 医 学 , 2025, 45(2): 167-175. DOI: 10.12300/j.issn.1674-5817.2024.120.
LUO S X, ZHANG S, CHEN H. Research progress in establishment and evaluation of common asthma animal models[J]. Lab Anim Comp Med, 2025, 45(2): 167-175. DOI: 10.12300/j. issn. 1674-5817.2024.120.
作者贡献声明
罗世雄负责撰写和修改文稿，借助AI工具“豆包”进行部分文字润色；
张赛负责指导论文，参与修改文稿，是基金获取者；
陈慧参与论文框架构思，核定文稿。
利益冲突声明
所有作者均声明本文不存在利益冲突。
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β-Endorphin (an endogenous opioid) inhibits inflammation, oxidative stress and apoptosis via Nrf-2 in asthmatic murine model
[J].
建立难治性哮喘动物模型的思路浅析
[C]//中国中西医结合学会实验医学专业委员会, 华神集团技术中心, 华神集团企业博士后科研工作站.
Brief analysis of the approach to establishing a refractory asthma animal model
[C]//
TGF-β1/Smads信号通路在激素抵抗型哮喘小鼠动物模型中的活化
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Activation of TGF-β1/smads signal pathway in animal model of hormone resistant asthma in mice
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Endoplasmic reticulum stress influences bronchial asthma pathogenesis by modulating nuclear factor κB activation
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Therapeutic and prophylactic deletion of IL-4Rα-signaling ameliorates established ovalbumin induced allergic asthma
[J].
