疝是指组织或器官的一部分因组织薄弱、缺损或异常的腔内压力升高，而离开正常的解剖位置，并向组织薄弱、缺损处突出而形成的结构，俗称疝气。临床中常见的腹外疝包括腹股沟疝、切口疝、脐疝、造口旁疝及嵌顿疝等，其他疝还有先天性膈疝、食管裂孔疝、脑疝和脊髓疝等。随着现代外科的发展，疝修补手术已从传统张力修补发展到目前广泛开展的开放无张力修补术和腹腔镜疝修补术，甚至出现了机器人手术系统的运用。此外，材料科学的不断创新和发展，能够帮助临床医师进行更加精简的手术，以提炼出更加安全可靠的手术方式［1］。在修补材料和技术不断创新的过程中，动物实验发挥了不可替代的作用。新型手术方式和修补材料需要基于大量动物实验才能进入临床使用，而一个良好的动物模型是实验成功的关键因素。本综述通过总结各种疝疾病相关动物模型的建立方法、优缺点，以及一些新型疝修补材料的临床前应用情况，归纳了建立稳定疝模型的有效方法，以期为疝疾病的动物实验研究提供参考。
1 腹外疝动物模型
腹外疝（external abdominal hernia）是临床上一种常见外科疾病，主要指腹腔内脏器或组织通过腹壁薄弱点或缺损处向外突出，形成可见或可触及的肿块。常见的腹外疝包括切口疝、腹股沟疝、脐疝、造口旁疝及嵌顿疝等。腹外疝动物模型是研究腹外疝发病机制、治疗方法和新型修补技术的重要工具，为临床转化提供了关键支持。每种腹外疝发生发展过程不同，其动物模型构建方法亦不同，现总结如下。
1.1 腹壁切口疝动物模型
切口疝（incisional hernia）是由于切口表面的皮肤虽愈合，但切口部位的肌肉或筋膜未愈合或仅部分愈合，导致组织或内脏从疝口膨出，从而继发的一系列病理生理学变化。切口疝的发生，一方面与患者的自身因素有关，如年龄、体重、吸烟与否、营养状况及基础疾病等；另一方面，外科医师对各种手术细节的把控也起到至关重要的作用，如切口的选择、术中对切口的保护及切口的缝合关闭技术等［2］。
腹部手术后切口疝发生率高达12.7%～23%，因此，在腹壁疝动物模型中以腹壁切口疝为主［3］。为了更好地模拟实际临床，此动物模型均为手术诱发模型。造模层次和方法大致可分为3种：腹膜前全层肌肉切开但不切除肌肉组织（方法1）；切除部分肌层，即去除腹膜前部分腹直肌层，缺损面积较大的也会去除部分腹外斜肌和腹内斜肌（方法2）；腹膜前全层肌肉缺损或全层腹壁切除（含腹膜）（方法3）。目前，尚无评价腹壁切口疝模型的统一标准，但一般应满足以下几点：形成明显包块；无死亡或体重改变；无自愈倾向。此外，腹壁缺损大小，目前也无统一标准，不同学者对此有不同的理解，或根据实验目的而定标准。目前，该模型常用的实验动物有猪、兔和鼠等，相关总结如表1所示。
表1 腹外疝动物模型的构建方法及优缺点
Table 1
疝疾病类型 Types of hernia | 构建方法 Establishment Methods | 实验动物 Laboratory Animals | 优点 Advantages | 缺点 Disadvantages |
|---|---|---|---|---|
腹壁切口疝 Incisional hernia | 手术诱发 | 猪 | 腹壁结构、生理功能与人类相似程度高，临床转化率较高[3-4] | 成本较高，手术、麻醉操作复杂[3-4] |
| 犬 | 腹壁结构、腹腔压力变化规律等与人类相似[7-8] | 成本较高，饲养管理和手术麻醉操作复杂[7-8] | ||
| 兔 | 成本较低，体型小，操作简单[4,11-12] | 腹壁厚度、强度与人类差异较大[4,11-12] | ||
| 鼠 | 成本低，操作简单，模型重复性好[4,13-15] | 腹壁厚度、强度与人类差异较大[4,13-15] | ||
腹股沟疝 Inguinal hernia | 自发 | 猪 | 疝的发生机制更贴合临床实际，可研究疾病自然发生过程[17] | 发生率低，样本获取难度大；遗传背景不明确[17] |
| 兔 | 成本较低；存在永不闭合内环口；体积大小适中，更适合腹腔镜手术操作训练[18-19] | 腹股沟区解剖与人类差距较大；不能形成疝，适用条件有限[18-19] | ||
| 转基因 | 小鼠 | 可重复性强，多用于机制研究[20] | 技术难度及成本高，适用条件有限[21] | |
| 手术诱发 | 大鼠 | 可控制疝种类及严重程度，快速成模型[22] | 与临床实际差距较大，应用较少 | |
脐疝 Umbilical hernia | 自发 | 大鼠 | 发生机制更贴合临床，可用于基因的研究[26] | 个体差异大[24] |
造口旁疝 Parastomal hernia | 手术诱发 | 大鼠 | 成本低，操作简单；模型重复性好[28] | 腹壁厚度、强度与人类差异较大 |
嵌顿疝 Incarcerated hernia | 手术诱发 | 大鼠 | 简单易行，可控性和重复性好[28-29] | 疝内容物、疾病进展速度及治疗效果等多方面与临床存在一定差异[28-29] |
盆底疝 Pelvic floor hernia | 手术诱发 | 犬 | 疝的发生机制更贴合临床实际情况[31] | 盆底局部解剖复杂，不易识别，与人类存在差异[31] |
| 转基因 | 小鼠 | 可用于盆底疝的发病机制研究[32] | 技术难度及成本高，适用条件有限[32] |
1.1.1 猪模型
有学者通过方法1，于体重为20～25 kg的雌性小型猪上腹部中线造10 cm切口，再分离腹白线两侧肌层形成疝缺损，结果于术后1周可形成典型的切口疝；但也有学者认为此法仅行单纯腹壁切口，由于肌肉交错容易使伤口自愈，导致造模成功率低［3，5］。Sahoo等［6］通过方法2和方法3创建了3种不同损伤程度的疝模型：腹直肌部分厚度缺损（10 cm×5 cm），保留腹直肌后鞘；腹膜前全层肌肉缺损（15 cm×7.5 cm），同时制造腹膜切口缺损并缝合关闭腹膜缺损；腹膜前全层肌肉缺损（11 cm×10 cm）。以上3种模型均在术后2周出现明显切口疝。但有学者认为术中腹壁肌肉层次较难判断，且术后动物的运动导致各层腹壁肌肉受力改变，导致疝形成率和疝环的尺寸不稳定［3］。仲洁等［3］按照人类平均身高170 cm，大腹壁疝的腹壁缺损最大径>12 cm的比例，设计大小约4 cm×2 cm椭圆形猪下腹部腹壁全层缺损，结果术后1个月所有实验猪均出现明显腹壁切口疝；术后3个月行疝环单纯修补术后又均出现疝复发，这表明该模型无自愈倾向，可推荐使用。
1.1.2 犬模型
1.1.3 兔模型
家兔腹壁结构与人体大致相似，存在腹内斜肌、腹外斜肌及腹横肌等组织结构，具有体型小、易操作等优点，也是常用的动物模型，但近几年其使用率也呈逐渐下降趋势［4］。国内学者根据人类平均身高170 cm，大腹壁疝的腹壁缺损最大径>12 cm的比例，设计缺损大小，经实验验证，制造大小约3 cm×3 cm的缺损是一种可靠的方法［9-10］；而在国外的研究中，形成疝缺损大小不一，如Benito-Martínez等［11］和Pérez-Köhler等［12］的研究中实验人员于侧腹部制造大小为5 cm×2 cm缺损、大小6 cm×4 cm缺损等。在这些研究中，研究重点在修补材料，可能忽略了这种造模方法是否可行的问题。
1.1.4 大鼠模型
1.2 腹股沟疝动物模型
腹股沟疝（inguinal hernia）是指发生在腹股沟区域的腹外疝，其发病机制目前尚不明确，可能与性别、年龄、家族史、先天因素如鞘状突未闭、腹股沟管发育短等，及后天因素如机体生长发育及一些慢性病，如肝病、腹水、肾病等相关［16］。目前，腹股沟疝的手术技术已十分成熟，难以从无张力疝修补术的理念方面进行突破，当前更多聚焦于修补材料的研发。在这个不断创新的领域中，腹股沟疝动物模型发挥着重要作用。腹股沟疝动物模型分为自发型、转基因型及手术诱发型。目前尚无统一评价标准，理想的腹股沟疝动物模型应具有与人类腹股沟区相似的解剖结构，能够形成大小适中，又便于进行观察和手术修复的疝缺损。该模型常用的实验动物有猪、兔和鼠等，相关总结如表1所示。
1.2.1 自发模型
常用的自发模型有猪模型和兔模型。猪的腹股沟区解剖结构与人类非常接近，其动物模型更加贴合临床。有报道称小型猪腹股沟阴囊疝发生率可达51.6%。小型猪腹股沟阴囊疝是由于小型猪小肠及网膜经腹股沟管进入鞘膜腔内引起，这与人类腹股沟斜疝在解剖结构与发病机制上十分相似，可作为一种自发型腹股沟疝模型［17］。缺点是饲养经济成本高和实验操作复杂。
1.2.2 转基因模型
1.2.3 手术诱发模型
手术诱发模型指通过外科手术在动物的腹股沟区制造缺损或薄弱区，模拟腹股沟疝的发生。通过切除或破坏腹股沟管的壁层结构，在精索旁、皮肤和腹腔之间形成缺损，缺损的内部被认为是深环（内口），外部被认为是浅环（外口），腹腔内容物可通过内口突出而形成疝［22］。但此模型与人类腹股沟疝的形成差距较大，适用条件有限。
1.3 脐疝动物模型
1.4 造口旁疝动物模型
Zhu等［28］首次建立了造口旁疝动物模型，在研究过程中发现造口旁疝评分与切除肌肉的位置和形状显著相关，而非切除肌肉的体积。在动物选择方面，发现兔对结肠造口手术表现出不耐受，表现为持续腹泻并最终死亡；而大鼠对结肠造口术的耐受性良好，推荐使用。通过设计4种不同手术方式进行比较，该研究结果发现，通过在造口周围建立大小约（纵）3 cm×（横）2 cm椭圆形腹直肌缺损形成造口旁疝模型，其评分显著高于其他组，可推荐作为建立大鼠造口旁疝模型的最佳方法。
1.5 嵌顿疝动物模型
嵌顿疝（incarcerated hernia）是指肠管等疝内容物进入疝囊后无法自行还纳回腹腔的一种状态，若疝内容物不能及时复位，进而会发生血运障碍形成绞窄疝。建立嵌顿疝动物模型对于进一步研究其病理生理反应、探索早期诊断和治疗方法有重要意义。嵌顿疝动物模型为手术诱发模型，目前尚无统一评价标准，一般根据观察不同时间节点的肠管形态及组织学观察来模拟临床中疝内容物从嵌顿到较窄再到坏死的变化。该模型常用实验动物为大鼠，相关总结如表1所示。
1.6 盆底疝动物模型
盆底疝（pelvic floor hernia）是指疝囊在骨盆盆缘以下的腹外疝，主要分为闭孔疝、坐骨孔疝、盆底腹膜疝及会阴疝。盆底疝形成的病因有两方面：各种原因导致的腹内压或盆腔内压力升高；手术或非手术因素造成的盆底筋膜组织损伤［30］。
盆底疝动物模型可分为手术诱发模型和转基因模型，目前无统一评价标准，一般应包括可还纳的疝囊并可触及疝环，或通过再次解剖观察疝囊与疝环位置进一步验证。该模型常用实验动物有犬和小鼠，相关总结如表1所示。
1.6.1 犬手术诱发模型
模型建立首先通过外科手术游离犬盆底肌肉筋膜组织间隙（肛门外括约肌、坐骨尾骨肌和肛提肌、闭孔内肌间的间隙），然后围手术期诱导便秘以提高实验犬腹内压。术后1个月，实验犬均出现盆底疝，经局部解剖进一步证实［31］。
1.6.2 小鼠转基因模型
有研究发现，一种源自野生C57BL/6品系的尿激酶型纤溶酶原激活剂缺陷转基因小鼠的直肠脱垂发生率很高，可观察到直肠黏膜不可逆的脱出和整个会阴区域的肿胀现象；经组织学检查发现，该小鼠的周围肌组织出现不同程度的损伤和纤维化［32］。此模型为盆底疝的发病机制研究提供了一种可选方法。
2 先天性膈疝动物模型
先天性膈疝动物模型尚无统一评价标准，不同学者根据自己的研究目的和方法，采用不同的评价指标。一般来说，膈疝发生率及与人类先天性膈疝发生的相似程度（如膈肌缺损位置，及临床表现等）是重点观察指标。膈疝动物模型可分为转基因模型、药物诱发模型及外科手术诱发模型，相关总结如表2所示。
表2 先天性膈疝模型、食管裂孔疝模型及脑疝动物模型的构建方法及优缺点
Table 2
疝疾病类型 Types of hernia | 构建方法 Establishment methods | 实验动物 Laboratory animals | 优点 Advantages | 缺点 Disadvantages |
|---|---|---|---|---|
先天性膈疝 Congenital diaphragmatic hernia | 转基因 | 小鼠 | 可模拟疾病自然发生；特定基因的功能研究[37-38] | 技术难度及成本高[37-38] |
| 药物诱发 | 大鼠、小鼠 | 经济易行；可模拟人类膈疝不同严重程度的肺和膈胚胎发育研究[39-41] | 缺乏对大型动物的实验研究；存在硝基酚本身致畸作用的影响[39] | |
手术诱发 | 羊 | 胎儿尺寸大，易形成疝缺损[44] | 成本高，妊娠周期长，窝产仔数少；仅限于从小管期开始的胎儿肺的研究[44] | |
| 兔 | 成本较低，妊娠期短，窝产仔数多，肺部生理学与人类相似[45-47] | 仅限于从小管期开始的胎儿肺的研究[45-47] | ||
| 大鼠 | 成本低，妊娠期短，窝产仔数多[40] | 手术操作难度大，需显微操作基础；仅限于从小管期开始的胎儿肺的研究[40] | ||
食管裂孔疝 Hiatal hernia | 自发 | 猪 | 重要解剖结构与人类相似；多用作手术训练模型[49-50] | 成本高；麻醉、围术期监护等复杂[49-50] |
| 鼠、兔 | 简单易行[51-52] | 与临床差距较大；适用条件有限，近年来较少使用[51-52] | ||
手术诱发 | 猪 | 重要解剖结构与人类相似；可作为手术训练模型[53-54] | 成本高；麻醉、围术期监护等复杂[53-54] | |
| 犬 | 重要解剖结构与人类相似[55] | 成本高；麻醉、围术期监护等复杂[55] | ||
脑疝 Cerebral hernia | 手术诱发 | 广西巴马 小型猪 | 大脑解剖及生理与人类相似；脑容积较大，易于影像学评估[57] | 成本高；麻醉、围术期监护等复杂[57] |
| 兔 | 病灶局限，可控性高[58] | 手术操作技术难度较大[58] |
2.1 转基因模型
先天性膈疝转基因模型指通过基因敲除而诱发先天性膈疝的啮齿类动物模型。迄今为止，大约30%的先天性膈疝新生儿已被确定为遗传因素所致［35-36］。随着近年来创新分子技术的出现，先天性膈疝转基因动物模型越来越普遍，为膈缺损及相关肺异常的发病机制和病因提供了新的候选基因和信号通路［37］。目前，小鼠基因组数据库（
2.2 药物诱发模型
药物诱发模型指将硝基酚用于受孕啮齿动物，其会导致动物后代出现先天性膈疝和肺发育不良的情况［39］。通常情况下，将100 mg硝基酚溶解在1 mL橄榄油中，在妊娠第9.5天给药时，40%～60%的后代出现左侧先天性膈疝；而在妊娠第11天给药时，出现右侧先天性膈疝更为常见［40］。这种模型经济、方便，同时可模拟人类膈疝不同严重程度的肺和膈胚胎发育研究［41］，但也存在一些缺点：首先，硝基酚仅应用于啮齿动物，尚无研究显示其对大型动物有效；其次，硝基酚干预的无先天性膈疝胎儿也出现肺发育不良，因为其致畸作用涉及多个器官，特别是对各种肺细胞的影响；因此，无法区分肺发育不良是由于疝内容物的机械压迫还是致畸作用所致［39］。
2.3 手术诱发模型
手术模型的优点在于手术诱导的先天性膈疝模型几乎不受致畸物诱导效应的影响，可以在大、小型动物上进行研究；但手术模型仅限于从小管期开始的对胎儿肺的研究，因为早期进行手术死亡率为100%［40］。
2.3.1 羊模型
2.3.2 兔模型
兔模型具有成本较低、妊娠期较短、窝产仔数较多及肺部生理学与人类具有一定的相似性等优点。一研究中，兔先天性膈疝手术模型是在妊娠23～26 d的兔胎进行的（肺发育假腺期，兔胎儿足月需31～32 d），结果死亡率>45%，且无明显肺发育不全［45］。另一研究，在妊娠第20天造模，死亡率100%［46］；在妊娠第24天和第25天造模，胎儿成活率达70%，发生明显肺发育不全及肺血管厚度增加。此外，有研究在妊娠第23天进行手术，并在妊娠第25、27、29、30天采集胎儿样本，发现肺发育不全随时间延长而加重［47］。手术过程大致如下：剖开孕兔腹部和子宫，在胎儿胸侧血管之间的标志处行一侧胸廓切开术，当肺收缩显露横膈膜时造成膈肌缺损。
2.3.3 大鼠模型
由于硝基酚诱导的先天性膈疝模型仅限于啮齿动物，因此Sbragia等［40］首次在大鼠中建立先天性膈疝模型，这有助于使用新的组学技术来探索先天性膈疝环境下肺异常发育的机制，而不受致畸物的干扰。在Sbragia等［40］的报告中，手术在妊娠第18.5天（相当于人类肺小管发育阶段）进行，方法与兔先天性膈疝模型类似，研究结果表明，在肺重比（总肺肿瘤/胎儿体重）和肺组织学上的变化均与硝基酚诱导的先天性膈疝模型相似。大鼠先天性膈疝模型的其他优点是存在足够大的疝缺损，这与在人类身上发现的一致。而大鼠先天性膈疝模型的局限性包括：手术为显微操作，术者需要有显微操作基础；手术在肺发育假腺期后，因此不能观察膈肌缺损对之前肺发育的影响。
3 食管裂孔疝动物模型
食管裂孔疝（hiatal hernia）是指胃和（或）其他腹部脏器通过食管裂孔从腹腔突出并进入胸腔。该病的发病机制尚不清楚，可能主要是由膈肌食管裂孔周围韧带结构弹性降低或胃内压力增加，导致腹腔内容物疝入胸腔，因此老年及肥胖是该病的主要危险因素［48］。
食管裂孔疝动物模型分为自发模型和手术诱发模型，目前尚无统一评价标准。理想的食管裂孔疝动物模型应具有与人类相似的食管裂孔及其周围组织结构，并且体积适中，能够提供足够视野进行腹腔镜手术等操作。常用实验动物有猪、犬和兔等，相关总结如表2所示。
3.1 自发模型
3.1.1 猪模型
3.1.2 鼠和兔发模型
3.2 食管裂孔疝手术诱发模型
3.2.1 猪模型
3.2.2 犬模型
Desai等［55］通过左侧胸腔镜入路，首先离断下肺韧带，在辨认出食管和迷走神经后，将膈食管膜切开，并对胃食管连接处进行环形解剖，后将食管下段和胃底牵拉至后纵隔，将胃体固定在膈肌的左后脚处，成功建立食管裂孔疝模型，为食管裂孔疝的相关研究提供了一种可选的动物模型。
4 脑疝动物模型
4.1 广西巴马小型猪急性颅内高压合并脑疝模型
此模型通过向右侧顶叶、颞叶和额叶内注射自体股动脉血以制备颅内出血，注血速度为1 mL/min，致急性颅内高压致脑疝症状出现［57］。其诊断标准为：颅内压≥50 mmHg；呼吸频率明显减慢（≤6次/min）或呼吸停止或出现潮式呼吸；心率≥200次/min，或≤50次/min和/或伴心律失常；单侧或双侧瞳孔散大至边缘；头颅CT或磁共振成像（magnetic resonance imaging，MRI）可见颅内血肿形成、中线偏移。符合以上3条及以上即可做出诊断。此模型具有稳定性和重复性好的优点，且与啮齿动物相比，猪脑的解剖结构和生理学特性与人类更为相似。同时，猪脑容积大，更易于影像学检查明确血肿占位及颅内压的监测等，但也存在麻醉、手术操作技术难度大等不足。
4.2 兔脑中心疝模型
脑中心疝又称经小脑幕疝或小脑幕疝，通常由肿瘤特别是额叶、顶叶或枕叶肿瘤引起。模型构建方法为通过带导丝的可注水球囊沿大脑镰于前纵裂范围内，向前插入直至颅底中线部位并固定，深度2.5 cm，然后以0.01 mL/min向球囊内注入生理盐水［58］。该模型构建成功的标准为出现典型的脑中心疝生命体征变化，经MRI检查后可观察到额底注水球囊占位，解剖形态学可见脑中线结构向后下移位。此模型使用水球囊可将初始病灶局限于额底区域，相较于输入自体血，具有可控性高、干扰因素较少等优点。但该模型也存在手术操作技术复杂、难度大等缺点。
5 新型疝修补材料的应用
5.1 液体修补材料
East等［59］提出，液体纳米纤维支架是一种液体形式的外科修补材料。该支架由纤维蛋白密封胶和聚-α-己内酯纳米纤维组成，在家兔腹壁正中行5 cm切口并一期缝合，将液体纳米纤维支架均匀平铺于术区。于术后6周时处死动物，对其腹壁进行组织学和生物力学评价。结果发现，该支架能够改善愈合筋膜的生物力学特性，表明这种“液体补片”可能对切口疝形成有预防作用。
5.2 超细单丝新型聚对苯二酯防粘连网片
腹腔内置补片容易引起肠粘连和瘘管等并发症，目前已有各种防粘连的复合补片被开发应用。有研究表明，腹腔内粘连形成除了与补片材料有关外，还与孔隙大小和表面积有关，且带有超细单个聚对苯二酯链的多丝可以减弱异物反应，形成较小的异物肉芽肿。因此，Helmedag等［14］开发了一种具有超细单丝直径的新型聚对苯二酯网，通过将其植入大鼠皮下和在腹腔镜下固定于家兔腹膜内，分别评估其生物相容性和防粘连效果，结果表明，新型聚对苯二酯网具有更轻的异物反应及粘连形成情况。
5.3 计算机体层摄影可检测的复合补片
补片疝修补术后，可能出现肠道粘连、瘘管，甚至网状物侵入输精管，导致生育障碍等并发症，可能的原因是宿主组织的收缩和折叠使补片发生移位。因此，开发一种通过常规成像技术可检测的补片，该补片在并发症的预防及早期诊断中发挥着重要作用。Ding等［60］研发了一种由硫酸钡纳米颗粒与聚丙烯熔融而成的聚合物，其硫酸钡浓度为30%，细胞毒性试验表明，其不影响细胞活性和增殖。观察兔腹壁切口疝模型可知，该聚合物在CT下成像清楚而且生物相容性良好。
5.4 3D打印器官源脱细胞外基质血管支持补片
5.5 新型网状缝合线
传统缝合线有明显的缺点，即在高张力闭合中切割和拉穿组织会导致切口疝发生。一种新的由多根聚丙烯细线组成的网状缝线，其设计具有灵活大孔外壁和中空的核心，允许组织生长进入到缝线中，从而提高早期伤口强度，减少缝线撕裂［63］。选择单纯腹中线切口的猪或鼠腹壁切口疝模型进行实验验证，结果表明，腹壁强度明显增强，病理组织学发现，网状缝线的中空部分充满成纤维细胞、胶原蛋白及血管［64］。此外，Scheiber等［65］使用离体的猪腹壁通过循环应力球破裂模型比较网状缝线与常规缝线，结果发现，网状缝线最大牵引力明显高于常规缝合线（850.1 N v.s 714.7 N，P<0.009 5）。这表明，用合理的缝线设计来改善缝线-组织界面的力分布可能是防止缝线拉穿组织导致切口疝的可行策略。
6 总结与展望
腹壁切口疝的动物模型已较为成熟，但缺乏手术操作规范和模型评估标准。因此，在未来，首先应建立手术操作和模型评估标准；其次应建立长期慢性模型及合并症模型，以模拟临床实际情况。腹股沟疝动物模型由于腹股沟区解剖结构的特殊性，与临床存在较大差异，因此，应根据实验目的灵活选择和设计模型，以满足实验要求。在未来，还需优化动物模型设计，开发出更加贴合临床实际的模型。脐疝动物模型可用于脐疝致病机制及易感基因的研究，但由于小儿先天性脐疝自愈率高且修复技术简单，所以脐疝并未受到普遍重视，因此其相关动物模型的研究和应用较少。未来，需进一步开发脐疝相关的动物模型。造口旁疝动物模型可用于评估修补材料，致力于降低造口旁疝修补术后的复发率。目前，仅有少量实验研究建立了大鼠造口旁疝动物模型，为了更好地模拟临床实际情况，未来应尝试在大型动物体内建模。嵌顿疝动物模型主要用于研究缺血肠道的病理生理变化和药物干预对缺血肠道的影响。现有的造模方法简单易行，能够较好地模拟临床嵌顿疝的病理生理变化，但是，目前主要依赖于大鼠模型，未来应补充建立其他实验动物模型。
先天性膈疝动物模型构建方法多样，在机制研究中具有互补优势。但与临床实际情况仍存在一定差异。未来，应致力于开发更接近临床的模型构建技术，并制定相关的建模标准和操作规范，提高模型的质量和可重复性，加速临床转化。
近年来，食管裂孔疝动物模型主要作为食管裂孔疝修补术和胃底折叠术手术训练的模型。由于大型动物猪腹腔内空间和解剖结构与人类相似，手术效果良好，因此受到多数研究者青睐。
脑疝动物模型有统一的评价标准。在颅脑损伤的相关研究中，发挥着重要作用。常用实验动物为猪，能够最大程度地模拟临床实际情况。
综上所述，各种疝疾病的动物模型都发挥着不可替代的作用，是连接基础研究和临床应用的重要桥梁。但其仍存在缺陷与不足，因此，需要不断完善和更新疝疾病动物模型，这需要所有专科医师及相关生物医学工作者的共同努力。
[引用本文]
费彬, 郭文科, 郭建平. 疝疾病动物模型研究及新型疝修补材料应用进展[J]. 实验动物与比较医学, 2025, 45(1): 55-66. DOI: 10.12300/j.issn.1674-5817.2024.121.
FEI B, GUO W K, GUO J P. Research progress on animal models for hernia diseases and new hernia repair materials[J]. Lab Anim Comp Med, 2025, 45(1): 55-66. DOI: 10.12300/j.issn.1674-5817. 2024.121.
作者贡献声明
费彬负责构思设计内容、检索文献和撰写论文；
郭文科和郭建平负责修改和核定内容。
利益冲突声明
所有作者均声明本文不存在利益冲突。
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经腹腔镜生物补片修补直肠癌根治术后盆底疝
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不同材质补片固定大鼠膈肌后的炎症反应、粘连及补片皱缩情况对比研究
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Suturable mesh demonstrates improved outcomes over standard suture in a porcine laparotomy closure model
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Suturable mesh better resists early laparotomy failure in a cyclic ball-burst model
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